SDS电泳实验时染色时样品变色的原因

SDS是阴离子去污剂,作为变性剂和助溶试剂,它能断裂分子内和分子间的氢键,使分子去折叠,破坏蛋白分子的二、三级结构.而强还原剂如巯基乙醇,二硫苏糖醇能使半胱氨酸残基间的二硫键断裂.在样品和凝胶中加入还

SYBRGREEN1

是电泳结束后,把分离胶切下来放在平皿里,用考马斯亮蓝染液（0.05%）染色过夜,之后换脱色液（醋酸：乙醇：水1：4：5）泡一段时间就能看到清晰的条带了~

不需要.使用也不用无菌.只要保证蛋白marker不被蛋白酶降解就行了.

一般使用考马斯亮蓝染色,考马斯亮蓝和蛋白疏水力结合成蓝色化合物,脱色液不能破坏这种结合,只能洗掉PAGE胶上多余的染色液,因此就行成了蛋白条带.

一般都是一样的.但是现在很多公司提高的MARKER是不用处理的.详细的情况可以问问生物公司,他们技术支持的建议应该更加可靠.

里面的玻璃板没夹好,漏水了,玻璃板间的正极液和槽中的负极液相通,电流不从胶上过了,就这样了,漏水的位置在中央跑的慢的地方照片反光,看不清,我估计你玻璃板间的水位肯定不满了这种情况,早点发现的话,拆了重

条带变黄这个现象没有碰到过,什么叫底部条带变成黄色,其它条带呢?有正常的么?染色分快染和慢染,快染做法是先用染色液进行染色1h左右,如果嫌麻烦就在微波炉里加热30s,再染30分钟左右的样子就可以了,然

跑SDS-PAGE时只要你进行染色之后加热都会变性的,使蛋白质中的亚基分开了

Tricine的作用与Glycine的相似.你看配方中,用Tricine代替Glycine,还得加Tris.这个是用于小分子蛋白电泳的.配起来有些麻烦.你可以找别家公司要一份超低分子量蛋白MARKER

你好,有可能是分离胶没有摇匀,导致密度不均；也有可能是两侧上样量有差别导致压力不对称；或是胶没有配齐.希望能帮到您,望采纳

SDS-PAGE是以聚丙烯酰胺凝胶作为支持介质的一种常用电泳技术.聚丙烯酰胺凝胶由单体丙烯酰胺和甲叉双丙烯酰胺聚合而成,聚合过程由自由基催化完成.催化聚合的常用方法有两种：化学聚合法和光聚合法.化学聚

可能有几个原因：一：上样缓冲液,用分子克隆上的配方做一次试试看（你所用的缓冲液是不是很久了?）二：如果你染色,脱色都没有问题,PAGE胶是不会说谎的三：不知道你是在哪种波长下所测得有数值?280nm是

可以考虑如下几个因素1.玻璃是不是洗干净且烘干了2.倒胶时胶是否刚配好混匀,没有凝固3.槽底和四周是否密合,没有漏胶4.水或有机溶液封胶面时,是否沿一侧轻轻加入小心放平5.其它原因,未凝固时剧烈摇动?

是loadingbuffer出了问题.和样本混匀后,loadingbuffer的密度应该大于电泳液,加样后很快沉到孔的底部,这时迅速加电压,就不会扩散了.

根据Marker判断,你样品中最粗的那条带大约21kDa,是表达蛋白诱导出来的吧,恭喜你量很大,不过好像纯化失败?看看你的试剂配制有没有问题.很明显的问题是,您只跑到三分之二,没跑完.而且上样缓冲液中

1.一般来说,加样孔还是足够深的应该有（1cm）,如果觉得比较浅可以多加一点浓缩胶,用来压制胶水平的水或乙醇一点点就可以了.2.如果只是两边的孔走样,中间的没问题的话,两边的孔加样后条带不直,很可能是

作用原理聚丙烯酰胺凝胶电泳是网状结构,具有分子筛效应,它有两种形式,一种是非变性聚丙烯酰胺凝胶,蛋白质在电泳中保持完整的状态,蛋白在其中依三种因素分开：蛋白大小,形状和电荷.而SDS-PAGE仅根据蛋

你说的SDS电泳实际上是SDS-PAGE,SDS只是蛋白变性剂,而凝胶是聚丙烯酰胺.SDS-PAGE和琼脂糖凝胶电泳使用的是完全不同的凝胶材料.SDS－PAGE采用的是聚丙烯酰胺,它是靠化学反应形成的

不用固定,染色液中乙酸就有固定的作用,染色液配方：甲醇：水：乙酸=4.5:4.5:1或5:4:1再问：请问，AC固定是起什么作用的？谢谢。。。再问：请问，AC固定是起什么作用的？谢谢。。。